Mikroskope:

Bis zum 4.12.2006 habe ich ein ein Novex KB Mikroskop in der Standardausführung mit 3 Okularsätzen (WF10, WF16 und WF20, Durchmesser 23,1 mm) sowie 4 achromatischen Objektiven (4x/0.10, 10x/0.25, 40x/0.65 und S100x/1.25 Öl) benutzt.

Seit dem 5.12.2006 habe ich ein Zeiss Axiolab drb KT Mikroskop, Baujahr 2000 mit Bino-Tubus und den Objektiven.

2,5x/0,06 A-Plan
5x/0,12 CP-Achromat
10x/0,3 Ph1, Plan-Neofluar
20x/0,5 Ph2, Plan-Neofluar
40x/0,65 A-Plan
40x/0,75 Ph2, Plan-Neofluar
63x/0,8 Achroplan
100x/1,3 Plan-Neofluar, Öl

Seit März 2012 fotografiere ich durch einen Trinokulartubus (100/0).

Anfang 2003 habe ich ein Stereomikroskop Novex RZB-SF mit 2 Okularsätzen (WF10 und WF20) angeschafft. Das Zoomobjektiv hat einen Vergrößerungsbereich von 0,65x bis 4,5x.



Mikrofotografie:

Die Filme und Fotos mit Datum bis zum 30.04.2005 sind mit einer Philips ToUCam Pro 740 (640x480 Pixel) aufgenommen. Hierzu habe ich die Webcam lediglich mit Hilfe eines Stativs über ein Okular gehalten.
Die Filme und Fotos ab dem 01.05.2005 sind mit einer Canon Powershot A85 (4 Megapixel) aufgenommen. Hierzu wurde ein Kameraadapter, der die Kamera am Okularstutzen anklemmt, verwendet. Fotografiert wurde dann durch das Okular.
Seit Dezember 2008 kam eine Canon Powershot G9 zusammen mit dem Zeiss-Universaladapter zum Einsatz.
Seit Oktober 2012 fotografiere ich mit einer Canon EOS 600D zusammen mit dem Adapter 1,6x von Askania am Trinokulartubus.


Mikroblitzeinrichtung:

Seit Juli 2015 benutze ich eine Blitzadaption nach Jürgen Stahlschmidt, auch als "Stahlschmidtscher Blitzwürfel" bekannt. Ein handelsüblicher Systemblitz, hier ein Canon Speedlight 270EX, wird vor einer Kollektorlinse positioniert. Durch die Kollektorlinse und einen Strahlenteiler wird die Blitzröhre (wie die Mikroskoplampe auch) in der Aperturblendenebene abgebildet. Die serienmäßige Mikroskopbeleuchtung kann als Pilotlicht benutzt werden, da die Blitzadaption direkt auf die Lichtaustrittsöffnung des Mikroskops platziert wird. Die Bauhöhe des Würfels beträgt ca. 26 mm. Platz den eigentlich jedes Mikroskop hat, auch wenn sich noch Filterhalter unterhalb des Kondensors befinden.
Weitere Informationen zur Blitztechnik am Mikroskop findet man unter übrigens unter NWV-Hagen .


Dünnschnitte:

Dünnschnitte von Flechten und Moosen ohne Mikrotom

Von Moos- und Flechtenmaterial kann man mit etwas Übung ausreichend dünne Handschnitte anfertigen und muss somit kein teures Mikrotom anschaffen. Benötigt wird lediglich eine (halbierte) Rasierklinge, ein Stereomikroskop und als Einbettmedium PEG 1500 (Polyethylenglykol).
Man beginnt mit dem getrockneten Material. Vor dem Schneiden legt man das trockene Material für 24 h in eine 20 % wässrige Lösung von PEG 1500. Dann legt man das nasse, mit PEG-Lösung durchtränkte Blatt oder einen Teil davon auf einen Objektträger und lässt das Wasser verdunsten (ca. 24 h). Anschließend ist das Objekt mit PEG imprägniert (eingebettet) und gleichzeitig auf dem Objekträger leicht festgeklebt.
Dann beginnt das Schneiden unter dem Stereomikroskop. Den linken Zeigefinger legt man dazu auf das Objekt und schneidet dann mit der Rasierklinge entlang der Fingerkuppe einmal großzügig einen Streifen ab. Dann hat man eine gerade Schnittkante und von dort aus beginnt man. Wenn man jetzt den linken Zeigefinger ein wenig zurücknimmt oder die Rasierklinge etwas fester an die Fingerkuppe drückt, erhält man einen ersten Schnitt. Etwas Übung braucht man schon und mit der Zeit entwickelt sich ein motorisches Feingefühl, das zu hinreichend dünnen Schnitten führt.
Die Schnitte legt man in 10 % ige PEG Lösung, damit sich das PEG nicht zu rasch wieder auflöst und dabei den Schnitt beschädigt. Querschnitte von Flechten kann man ohne weitere Färbung in Euparal einschließen und dann untersuchen. Bei Moosen, insbesondere bei Torfmoosen, wird man vor der mikroskopischen Untersuchung einfärben wollen und dann untersucht man das Material direkt in Wasser.

Literatur zur Einbettung in PEG findet sich hier:

Wagner, R.: Eine Beschreibung meiner eigenen Arbeitsweise mit PEG findet sich hier: Einbettung biologischer Objekte in Polyethylenglykol (PEG)

In der Zeitschrift Mikrokosmos finden sich folgende Artikel zur Einbettung in PEG:

Halle W (1959): Die Verwendung von wasserlöslichen Polywachsen als Einbettungsmittel in der histochemischen und histologischen Technik. Mikrokosmos Band 48, Seite 275
Türler S (1972): Ein ideales Einbettungsmittel? Erfolge und Schwierigkeiten mit Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 61, Seite 91
Theiler R (1973): Polyäthylenglykol als Hilfsmittel beim Gefrierschneiden. Mikrokosmos Band 62, Seite 59
Krauter D (1979): Das Kosmos-Mikrotom. 3. Wahl der Objekte. Durchtränkung mit Paraffin oder Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 68, Seite 144
Jentzen A (1988): Erfahrungen mit Histowachs. Mikrokosmos Band 77, Seite 57
Pareto A (1989): Rasches Einbettungsverfahren für krautige Pflanzenteile in Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 78, Seite 255
Pareto A (1989): Polyethylenglykol als besonders gut geeignetes Einbettungsmedium für trockene Samenschalen von Leguminosen. Mikrokosmos Band 78, Seit 337
Gruber M (1989): Einbettung von Pflanzenteilen in Polyethylenglykol. Herstellung von perfekten Dünnschnitten mit dem Handmikrotom. Mikrokosmos Band 78, Seite 124


Dünnschnitte mit Mikrotom

Ab April 2010 sind meine Dünnschnitte mit Hilfe des Jung Studentenmikrotoms AB angefertigt.

Studentenmikrotom-alle-1200.jpg

Das JUNG Studentenmikrotom AB








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