Mikroskope:
Bis zum 4.12.2006 habe ich ein ein Novex KB Mikroskop in der Standardausführung mit
3 Okularsätzen (WF10, WF16 und WF20, Durchmesser 23,1 mm) sowie 4 achromatischen Objektiven
(4x/0.10, 10x/0.25, 40x/0.65 und S100x/1.25 Öl) benutzt.
Seit dem 5.12.2006 habe ich ein
Zeiss Axiolab drb KT, Baujahr 2000 mit Bino-Tubus und den Objektiven
2,5x/0,06 A-Plan
5x/0,12 CP-Achromat
10x/0,3 Ph1, Plan-Neofluar
20x/0,5 Ph2, Plan-Neofluar
40x/0,75 Ph2, Plan-Neofluar
63x/0,8 Achroplan
100x/1,3 Plan-Neofluar, Öl
Anfang 2003 habe ich ein Stereomikroskop Novex RZB-SF mit 2
Okularsätzen (WF10 und WF20) angeschafft. Das Zoomobjektiv hat einen
Vergrößerungsbereich von 0,65x bis 4,5x.
Kamera:
Die Filme und Fotos mit Datum bis zum 30.04.2005 sind mit einer Philips ToUCam Pro 740 (640x480 Pixel) aufgenommen. Hierzu habe
ich die Webcam lediglich mit Hilfe eines Stativs über ein Okular gehalten.
Die Filme und Fotos ab dem 01.05.2005 sind mit einer Canon Powershot A85 (4 Megapixel) aufgenommen. Hierzu
verwendete ich einen Kameraadapter der die Kamera am Okularstutzten anklemmt. Fotografiert wird dann durch das Okular.
Seit Dezember 2008
fotografiere ich mit einer Canon Powershot G9 zusammen mit dem Zeiss-Universaladapter.
Maßstab, Objektmikrometer:
Die meisten Bilder sind mit einer Maßangabe in µm zur Größenbestimmung der
Lebewesen versehen. Das Objektmikrometer besteht aus einem Objektträger, auf dem eine Folie
aufgeklebt ist. Auf die Folie aufgedruckt ist eine 1 mm lange und in 100 Teile (1 Teil == 10 µm)
unterteilte Skala. Diese Skala habe ich zunächst unter dem Mikroskop mit allen Kombinationen
aus Okular und Objektiv fotografiert. Anschließend wurden in den Digitalfotos für jede Vergrößerung
die Maßbalken eingezeichnet und in separaten Bildebenen abgespeichert. Bei gleicher Bildauflösung kann nun der Maßbalken einfach in das
zu untersuchende Bild einkopiert werden. Die Verwendung von (kostspieligen) Okularen mit Maßeinteilung
entfällt bei dieser Vorgehensweise. Ältere Bilder können so auch noch nachträglich mit einem
Maßstab versehen werden, wenn bekannt ist, mit welcher Auflösung und mit welcher Kombination aus Okular und Objektiv
diese Fotos aufgenommen wurden.
Objektmikrometerfoto mit eingezeichneten Maßbalken (Okular 10x, Objektiv 10x)
Jung Studentenmikrotom AB:
Die Dünnschnitte ab April 2010 sind mit Hilfe eines Jung Studentenmikrotoms AB angefertigt.
Zuvor habe ich viele Handschnitte gemacht oder ein Zylindermikrotom benutzt. Eine Beschreibung zur Einbettung biologischer
Objekte in Polyethylenglykol (PEG) findet sich hier: Einbettung in PEG
Das JUNG Studentenmikrotom AB
Dünnschnitte von Flechten und Moosen ohne Mikrotom
Von Moos- und Flechtenmaterial kann man mit etwas Übung ausreichend dünne Handschnitte anfertigen und muss somit
kein teures Mikrotom anschaffen. Benötigt wird lediglich eine (halbierte) Rasierklinge, ein Stereomikroskop und als
Einbettmedium PEG 1500 (Polyethylenglykol).
Man beginnt mit dem getrockneten Material. Vor dem Schneiden legt man das trockene Material für 24 h in eine 20 % wässrige
Lösung von PEG 1500. Dann legt man das nasse, mit PEG-Lösung durchtränkte Blatt oder einen Teil davon auf einen Objektträger
und lässt das Wasser verdunsten (ca. 24 h). Anschließend ist das Objekt mit PEG imprägniert (eingebettet)
und gleichzeitig auf dem Objekträger leicht festgeklebt.
Dann beginnt das Schneiden unter dem Stereomikroskop. Den linken Zeigefinger legt man dazu auf das Objekt und
schneidet dann mit der Rasierklinge entlang der Fingerkuppe einmal großzügig einen Streifen ab.
Dann hat man eine gerade Schnittkante und von dort aus beginnt man. Wenn man jetzt den linken Zeigefinger
ein wenig zurücknimmt oder die Rasierklinge etwas fester an die Fingerkuppe drückt, erhält man einen ersten Schnitt.
Etwas Übung braucht man schon und mit der Zeit entwickelt sich ein motorisches Feingefühl,
das zu hinreichend dünnen Schnitten führt.
Die Schnitte legt man in 10 % ige PEG Lösung, damit sich das PEG nicht zu rasch wieder auflöst und dabei den
Schnitt beschädigt. Querschnitte von Flechten kann man ohne weitere Färbung in Euparal einschließen und dann untersuchen.
Bei Moosen, insbesondere bei Torfmoosen, wird man vor der mikroskopischen Untersuchung einfärben wollen
und dann untersucht man das Material direkt in Wasser.
Literatur zur Einbettung in PEG findet sich hier:
Halle W (1959): Die Verwendung von wasserlöslichen Polywachsen als Einbettungsmittel in der histochemischen und histologischen Technik. Mikrokosmos Band 48, Seite 275
Türler S (1972): Ein ideales Einbettungsmittel? Erfolge und Schwierigkeiten mit Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 61, Seite 91
Theiler R (1973): Polyäthylenglykol als Hilfsmittel beim Gefrierschneiden. Mikrokosmos Band 62, Seite 59
Krauter D (1979): Das Kosmos-Mikrotom. 3. Wahl der Objekte. Durchtränkung mit Paraffin oder Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 68, Seite 144
Jentzen A (1988): Erfahrungen mit Histowachs. Mikrokosmos Band 77, Seite 57
Pareto A (1989): Rasches Einbettungsverfahren für krautige Pflanzenteile in Polyäthylenglykol. Mikrokosmos Band 78, Seite 255
Pareto A (1989): Polyethylenglykol als besonders gut geeignetes Einbettungsmedium für trockene Samenschalen von Leguminosen. Mikrokosmos Band 78, Seit 337
Gruber M (1989): Einbettung von Pflanzenteilen in Polyethylenglykol. Herstellung von perfekten Dünnschnitten mit dem Handmikrotom. Mikrokosmos Band 78, Seite 124
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